La selección dietética de microorganismos metabólicamente distintos impulsa el metabolismo del hidrógeno en rumiantes

The ISME Journal volumen 16, páginas 2535–2546 (2022) Citar este artículo

4882 Accesos

7 citas

21 Altmetric

Detalles de métricas

Los rumiantes son importantes para la seguridad alimentaria mundial, pero emiten metano, un gas de efecto invernadero. Los microorganismos del rumen descomponen los carbohidratos complejos para producir ácidos grasos volátiles e hidrógeno molecular. Este hidrógeno se convierte principalmente en metano por las arqueas, pero también puede ser utilizado por bacterias acetogénicas y respiratorias hidrogenotróficas para producir metabolitos útiles. Se necesita una mejor comprensión mecánica de cómo los carbohidratos de la dieta influyen en el metabolismo del hidrógeno y la metanogénesis. Perfilamos la composición, las vías metabólicas y las actividades de la microbiota del rumen en 24 bovinos de carne adaptados a dietas ricas en fibra o ricas en almidón. La dieta rica en fibra seleccionó bacterias fibrolíticas y metanógenos, lo que resultó en una mayor utilización de fibra, mientras que la dieta rica en almidón seleccionó bacterias amilolíticas y usuarios de lactato, lo que permitió mantener un rumen saludable y disminuir la producción de metano (p < 0.05). Además, la dieta rica en fibra enriquecida con metanógenos hidrogenotróficos y acetógenos conduce a un aumento de [FeFe]-hidrogenasas bifurcadoras de electrones, [NiFe]- y [Fe]-hidrogenasas metanogénicas y acetil-CoA sintasa, con menor cantidad de hidrógeno disuelto (42%, p < 0,001). Por el contrario, la dieta rica en almidón enriqueció a los hidrogenótrofos respiratorios con mayor cantidad de hidrogenasas del grupo B [FeFe] productoras de hidrógeno y del grupo respiratorio 1d [NiFe]-hidrogenasas. Experimentos in vitro paralelos mostraron que el microbioma seleccionado rico en fibra mejoró la producción de acetato y butirato mientras disminuía la producción de metano (p < 0.05), lo que sugiere que los acetógenos hidrogenotróficos enriquecidos convirtieron algo de hidrógeno que de otro modo sería utilizado por la metanogénesis. Estos conocimientos sobre el metabolismo del hidrógeno y la metanogénesis mejoran la comprensión de las estrategias de recolección de energía, el mantenimiento saludable del rumen y la mitigación del metano en los rumiantes.

Los rumiantes han evolucionado para albergar un complejo ecosistema microbiano ruminal de bacterias, arqueas, protozoos y hongos, que convierten los carbohidratos complejos de las células vegetales en ácidos grasos volátiles (AGV) y proteínas microbianas utilizables por el animal huésped [1, 2]. El hidrógeno molecular (H2) es producido durante la fermentación de carbohidratos por bacterias anaerobias, protistas y hongos y es consumido principalmente por arqueas productoras de metano (CH4) en el rumen [3, 4]. Este H2 luego es consumido por una variedad de bacterias como fuente de energía y donante de electrones, lo que garantiza que la fermentación siga siendo termodinámicamente favorable [5]. El ciclo del hidrógeno es catalizado por hidrogenasas productoras y consumidoras de H2 clasificadas en [FeFe]-, [NiFe]- y [Fe]-hidrogenasas según el contenido de metal de sus sitios de unión a H2 [6]. Las hidrogenasas están muy extendidas en los genomas de bacterias y arqueas, lo que refleja la importancia metabólica de las transacciones de H2 en la fermentación del rumen [5, 7, 8]. El metano producido a partir de la fermentación entérica no solo representa una pérdida de energía alimentaria, sino que también contribuye a las emisiones antropogénicas de gases de efecto invernadero a nivel mundial [9, 10]. Es importante destacar que las bacterias del rumen también codifican hidrogenasas y reductasas terminales para el crecimiento hidrogenotrófico, utilizando aceptores de electrones como CO2, fumarato, sulfato y nitrato. A diferencia de la metanogénesis, algunas de estas vías hidrogenotróficas alternativas producen metabolitos utilizables por el animal huésped, por ejemplo, acetato a través de la acetogénesis hidrogenotrófica [5]. Por lo tanto, es importante comprender cómo las bacterias hidrogenotróficas compiten con los metanógenos por el H2 del rumen, ya que este conocimiento puede facilitar las estrategias metabólicas para mejorar la recolección de energía con una producción reducida de CH4 en los rumiantes.

La composición de los carbohidratos de la dieta impulsa la composición y función microbiana, incluido el metabolismo H2 y la metanogénesis [11, 12]. Cuando se alimentan con material vegetal celulósico, los microorganismos del rumen hidrolizan y fermentan la lignocelulosa principalmente a través de la vía del acetato liberando H2, lo que da como resultado altos niveles de producción de CH4 [13]. Sin embargo, algunos herbívoros como los canguros y los yaks producen menos CH4 [14, 15]. Las bacterias acetogénicas hidrogenotróficas pueden convertir H2 y CO2 en acetato a través de la vía Wood-Ljungdahl [5]. Algunos animales salvajes en regiones donde la cantidad o la calidad del forraje es baja pueden haber desarrollado sistemas digestivos con acetogénesis hidrogenotrófica mejorada para promover la eficiencia de la extracción y utilización de energía dietética [16]. Queda por determinar si la calidad de la dieta altera el destino del H2 producido y, por lo tanto, influye en la relación entre la acetogénesis hidrogenotrófica y la metanogénesis y la eficiencia de la recolección de energía en los rumiantes de granja.

A pesar de ser ampliamente utilizadas, las dietas ricas en almidón y ricas en cereales presentan riesgos para la salud de los rumiantes. El alto consumo de almidón estimula la producción rápida de AGV y lactato en rúmenes no adaptados, lo que conduce a una caída rápida y, a veces, pronunciada en el pH del rumen [17]. Incluso en animales adaptados al grano, un rumen ácido prolongado, una condición denominada acidosis ruminal subaguda [18], da como resultado una ingesta reducida de alimento, inflamación crónica, disfunción de las papilas ruminales y otras enfermedades [19]. A diferencia de la producción de acetato, la producción de lactato no está asociada con la producción de H2 y facilita la reoxidación de cofactores redox (p. ej., NADH a NAD+) [20]. Sin embargo, dado que el lactato tiene un pKa más bajo que los AGV, su acumulación disminuye el pH del rumen y, por lo tanto, se requiere una conversión rápida de lactato a propionato y otros AGV por bacterias que utilizan lactato para mantener una función ruminal normal. Para promover un rumen saludable y mantener la producción de CH4 en niveles bajos, es importante comprender cómo se controla la conversión de lactato en propionato.

En conjunto, estudios previos sugieren que la microbiota del rumen exhibe distintas estrategias metabólicas para adaptarse a dietas ricas en fibra o ricas en almidón. Sin embargo, carecemos de una comprensión mecánica detallada de la microbiota y las vías del metabolismo H2 afectadas por los cambios en la dieta. Para abordar esta brecha de conocimiento, realizamos un experimento in vivo y dos in vitro, y desarrollamos un modelo de rumen de microbiomas seleccionados ricos en fibra y almidón. Observamos que la alimentación con dietas ricas en fibra versus ricas en almidón se seleccionó para distintas composiciones, capacidades y actividades del microbioma del rumen. Usando el perfil metagenómico, encontramos que la microbiota resultante de la alimentación con estas dos dietas exhibió rutas metabólicas distintas de carbohidratos y H2, con diferencias en la metanogénesis posterior y las rutas de producción de AGV. Los resultados también sugieren un papel potencial en el rumen de la acetogénesis hidrogenotrófica como sumidero de H2 distinto de la metanogénesis con el tratamiento dietético rico en fibra, que podría competir por el H2 disponible para la metanogénesis y producir energía adicional disponible para el animal huésped. Este estudio enfatiza que las intervenciones dietéticas modulan la composición de la microbiota del rumen y, a su vez, la degradación de carbohidratos, el metabolismo de H2 y la metanogénesis.

Todos los animales involucrados en el experimento fueron atendidos de acuerdo con las Pautas de Uso y Cuidado de Animales del Comité de Cuidado de Animales, Instituto de Agricultura Subtropical, Academia de Ciencias de China, Changsha, China, con todos los procedimientos experimentales con animales aprobados por el comité (aprobación número ISA-W-201901).

Un total de 24 bovinos de carne de raza local (Xiangxi) (peso corporal inicial 147 ± 9,8 kg) se asignaron aleatoriamente a uno de dos tratamientos dietéticos que duraron 300 días con tres períodos (Fig. 1A). La dieta rica en fibra se mantuvo constante en los tres períodos experimentales y se formuló para tener un contenido de fibra detergente neutral (FDN) de forraje superior al 40 % en base a materia seca (MS) al incluir rastrojo de maíz y paja de arroz. Se formularon tres dietas ricas en almidón con contenido creciente de almidón reemplazando gradualmente un tercio de rastrojo de maíz con harina de maíz (base MS) en cada período experimental, hasta alcanzar el 90 % de concentrado (base MS) en el período 3 (Tabla complementaria S1). Todo el ganado fue alimentado dos veces al día (7 am y 5 pm) y tuvo libre acceso al agua potable.

Una descripción general de la ingesta diaria de fibra y almidón (kg/día) y el pH del rumen durante tres períodos experimentales; B digestibilidad del alimento, hidrógeno disuelto (H2), lactato y perfil de ácidos grasos volátiles in vivo; C degradación del alimento, producción de metano (CH4) y perfil de ácidos grasos volátiles experimento ruminal in vitro 1; D inspección de cambios morfológicos en las papilas ruminales; E relación de rumen vaciado a canal y altura de papilas; F q-PCR resultados de genes relacionados con la absorción de ácidos grasos volátiles y la regulación del pH intracelular en el epitelio ruminal. Materia orgánica OM, fibra detergente neutra NDF, ácido graso volátil VFA, acetato de ace, propionato de pro, butirato de butilo; otros, valerato, isovalerato e isobutirato; HMGCL 3-hidroxi-3-metilglutaril-CoA liasa; HMGCS-1 3-hidroxi-3-metilglutaril-CoA sintasa, isoforma 1, HMGCS-2 3-hidroxi-3-metilglutaril-CoA sintasa, isoforma 2, NHE-1 intercambiador Na+/H+ 1, NHE-2 intercambiador Na+/H+ 2, intercambiador NHE-3 Na+/H+ 3, transportador de monocarboxilato MCT-1, isoforma 1. Los datos con barras de error se expresan como media ± error estándar. *p < 0,05, **p < 0,01, ***p < 0,001, n = 12/grupo.

Los detalles completos se proporcionan en Materiales y métodos complementarios. Brevemente, la digestibilidad de los nutrientes se midió entre los días 93 y 98 de cada uno de los tres períodos. El contenido del rumen se recolectó a las 0, 2.5 y 6 h después de la alimentación de la mañana en los días 99 y 100 de cada uno de los tres períodos. El pH del rumen y las concentraciones de hidrógeno disuelto se midieron inmediatamente después de recolectar el contenido del rumen, mientras que otras submuestras se congelaron para la extracción de ADN y las mediciones del producto de fermentación. Todos los bovinos fueron sacrificados al final del experimento después de un ayuno de 12 h, y se recogieron los contenidos del rumen y muestras epiteliales.

Se proporciona información detallada en Materiales y métodos complementarios. El presente estudio incluyó dos experimentos ruminales in vitro de cultivo por lotes realizados en el período experimental final. El experimento in vitro 1 comparó la fermentación ruminal entre dietas ricas en fibra y ricas en almidón como sustratos de incubación, siendo cada sustrato incubado con el inóculo ruminal de animales alimentados con la dieta correspondiente. El experimento in vitro 2 comparó la actividad de microbiomas seleccionados ricos en fibra y almidón al inocular paja de arroz con inóculo ruminal de animales alimentados con dietas ricas en fibra y almidón, respectivamente. La fermentación ruminal in vitro se realizó de acuerdo con el procedimiento de Wang et al. [21].

Todos los procedimientos de análisis detallados se proporcionan en Materiales y métodos complementarios. La composición del alimento y las heces se analizó utilizando los métodos de la Asociación de Químicos Analíticos Oficiales [22], Van Soest et al. [23] y Karthner y Theurer [24]. El H2 y el CH4 disueltos se extrajeron de la fase líquida del contenido del rumen a la fase gaseosa, se midieron con un cromatógrafo de gases (GC, Agilent 7890A, Agilent Inc., Palo Alto, CA) y la concentración se calculó con la ecuación de Wang et al. [25]. Las concentraciones individuales de ácidos grasos volátiles (AGV) se analizaron mediante GC (Agilent 7890A, Agilent Inc., Palo Alto, CA) [25], mientras que la concentración de lactato se analizó mediante cromatografía líquida de alta resolución (HPLC, Agilent LC1290, Agilent Inc. ., Palo Alto, CA) [26].

El ADN se extrajo de las muestras de rumen mediante el batido repetido de perlas y la filtración en columna como se describe [27]. El ARN total del epitelio ruminal se extrajo del tejido después de eliminar el ADN genómico. Se realizó una PCR cuantitativa en tiempo real (q-PCR) para medir la expresión génica relativa de siete genes en el epitelio ruminal (HMGCL, HMGCS-1, HMGCS-2, NHE-1, NHE-2, NHE-3, MCT-1) , cuya expresión se normalizó a los genes de referencia (GAPDH y β-actina) utilizando un método 2–ΔΔCt [28]. La cuantificación absoluta de taxones microbianos específicos se realizó de acuerdo con los procedimientos descritos por Ma et al. [29].

Todo el software, los parámetros y las bases de datos de bioinformática involucrados en el estudio están presentes en Materiales y métodos complementarios. Brevemente, la región V3 y V4 se usó para la secuenciación del gen 16S rRNA, con la preparación y secuenciación de todas las bibliotecas de amplicones realizadas en una plataforma MiSeq (Illumina, San Diego, CA, EE. UU.). Se generó un total de 1 238 536 lecturas de alta calidad con un promedio de 51 606 ± 1737 lecturas por muestra para la asignación de variantes de secuencia de amplicón (ASV) por DADA2. La taxonomía se anotó utilizando SILVA (versión 138, http://www.arb-silva.de). Para la secuenciación del metagenoma de escopeta, se cortó 1 μg de ADN genómico con un ultrasonicador enfocado Covaris S220 (Woburn, MA, EE. UU.) y se prepararon bibliotecas de secuenciación con una longitud de aproximadamente 350 pb (que oscila entre 300 y 400 pb). La secuenciación de las bibliotecas metagenómicas se realizó en la plataforma HiSeq X (Illumina, San Diego, CA, EE. UU.) en modo de extremo emparejado de 150 pb (PE150). Después del control de calidad, el ensamblaje, la predicción y la agrupación en un conjunto de genes no redundantes, las anotaciones del conjunto de genes se realizaron con KEGG, CAZy, HydDB y NCBI-NR, y se calculó la abundancia de genes dentro de las muestras totales. Los genomas microbianos se verificaron aún más mediante el uso de la colección Hungate1000, que incluye prácticamente todas las especies de bacterias y arqueas que se han cultivado a partir del rumen de un grupo diverso de animales [30]. La abundancia de cada genoma se calculó mediante el módulo metawrap quant_bins con parámetros predeterminados [31].

Los datos metabólicos se analizaron mediante análisis de varianza unidireccional (ANOVA) en el software SPSS 21.0 (SPSS Inc., Chicago, IL). Cuando se incluyó el tiempo de muestreo, los datos se analizaron utilizando un modelo mixto lineal con el tratamiento y la interacción del tratamiento por tiempo de muestreo como efectos fijos y el tiempo de muestreo como una variable de medidas repetidas. Los datos de composición de la comunidad microbiana se analizaron mediante la prueba de suma de rangos de Wilcoxon en el software JMP Pro (JMP Pro versión 13.2.1, SAS Institute Inc. SAS Institute, Cary, NC, EE. UU.). Los rangos genómicos de los atributos se evaluaron mediante métodos de correlación, ReliefF, Symmetrical Uncert y selección de características de múltiples grupos (MCFS) en el software de Waikato Environment for Knowledge Analysis (WEKA) (versión 3.8.4, Hamilton, Nueva Zelanda) [32] , y analizado más exhaustivamente por el paquete RobustRankAggreg (RRA) R [33]. Todos los valores de p se ajustaron para la tasa de descubrimiento falso (FDR) utilizando el método de Benjamini-Hochberg. Se declaró significación estadística a p ≤ 0,05 y tendencias a 0,05 < p ≤ 0,10.

Los animales se adaptaron a una dieta rica en almidón aumentando gradualmente el contenido de concentrado de la dieta del 50 al 90 % durante los tres períodos experimentales de 100 días (Fig. 1A). Con ambas dietas, la estructura del rumen y la morfología epitelial fueron sólidas y el pH del rumen se mantuvo por encima de 6,0 (Fig. 1A, D Tabla adicional S4), lo que indica una función ruminal saludable durante todo el experimento.

El ganado con un alto consumo de fibra exhibió una mayor digestibilidad de la fibra, mientras que el ganado adaptado a la dieta rica en almidón tuvo una mayor digestibilidad de la materia orgánica y del almidón, pero una menor digestibilidad de la fibra in vivo e in vitro en el experimento 1 (Fig. 1B, C, Tabla adicional S4, p < 0,001). El ganado adaptado a la dieta rica en almidón exhibió mayores tasas de degradación de carbohidratos, lo que llevó a una mayor concentración total de AGV en los períodos 1 y 2 in vivo (Tabla adicional S4) y en el experimento in vitro 1 (Fig. 1C, p < 0.001) . La menor concentración de AGV (p < 0,01) observada in vivo en el período 3 con la dieta rica en almidón podría haber sido el resultado de un mayor aumento en la tasa de absorción de AGV que en la producción, como sugiere el aumento del número de copias de algunos de los genes relacionados con la absorción de AGV y la regulación del pH intracelular en el epitelio ruminal (Fig. 1F), a saber, la enzima limitante en la formación de cetonas 3-hidroxi-3-metilglutaril-CoA liasa (HMGCL), 3-hidroxi-3-metilglutaril-CoA sintasa isoforma 2 (HMGCS-2), intercambiador Na+/H+ 2 (NHE-2) e intercambiador Na+/H+ 3 (NHE-3) [34,35,36]. Los cambios en la absorción de AGV entre las dietas también son sugeridos por la alternancia de la estructura de los órganos del rumen, con una proporción más baja de órganos del rumen a la canal y una papila del rumen más corta en la dieta rica en almidón (Fig. 1D, E).

El porcentaje molar de acetato y la relación molar de acetato a propionato fueron mayores en bovinos adaptados a la dieta rica en fibra (p < 0,001). Tales diferencias en los perfiles de AGV concuerdan con los resultados de la fermentación ruminal in vitro (Fig. 1B, C, Tabla Adicional S4). La dieta rica en almidón aumentó (p < 0,001) el H2 ruminal disuelto (dH2, 2,5 veces mayor) y redujo la producción de CH4 (p = 0,003). En conjunto, estos resultados sugieren que las dos dietas influyen de manera diferente en la producción de AGV, el metabolismo de H2 y la metanogénesis, probablemente debido a la promoción de distintas actividades microbianas.

Se utilizó la secuenciación del gen 16S rRNA para examinar la composición de la comunidad microbiana del rumen. En las 24 muestras, se observaron 3028 variantes de secuencia de amplicón (ASV). La composición microbiana claramente agrupada por dieta, basada en la disimilitud UniFrac no ponderada (Fig. 2A), lo que indica que el tipo de carbohidrato provocó cambios marcados en la composición de la comunidad microbiana. Además, el bosque aleatorio se aplicó aún más para clasificar grupos y seleccionó los 20 géneros bacterianos más importantes clasificados por la precisión de disminución media de la clasificación de las comunidades bacterianas por dieta (Fig. 2B, archivo adicional S1). Entre ellos, Ruminobacter y Succinivibronaceae UCG-002 fueron los dos géneros más representativos para la dieta rica en almidón, mientras que Fibrobacter fue el género más representativo en el caso de la dieta rica en fibra. Además, el análisis de la red de correlación de estos géneros bacterianos representativos reveló fuertes correlaciones positivas dentro de cada tratamiento y correlaciones negativas entre los tratamientos (p < 0,05, Spearman's | r | > 0,5, figura adicional S3).

Un perfil de análisis de coordenadas principales (PCoA) de la comunidad bacteriana ruminal basado en la matriz de disimilitud UniFrac no ponderada a nivel de taxones (ASV) (PERMANOVA, p = 0,001, R2 = 0,19); B análisis de bosque aleatorio de la comunidad bacteriana del rumen. El eje y, de arriba a abajo, muestra los géneros clasificados por su importancia relativa en función de la precisión de disminución media en la clasificación de grupos; C abundancia relativa de los cinco primeros filos; D abundancia relativa de los géneros Fibrobacter, Ruminobacter y Treponema; E las relaciones de la digestibilidad del alimento y los ácidos grasos volátiles con la comunidad bacteriana a nivel de género (porcentaje promedio > 0,5%). Sin rango significa que no hay información taxonómica específica a nivel de género. Solo se muestran los niveles de significancia de Spearman p < 0.05, amarillo y azul indican corrección negativa y positiva respectivamente. MO materia orgánica; Fibra detergente neutro NDF. La significancia se probó utilizando pruebas independientes de suma de rangos de Wilcoxon de dos grupos. Los datos con barras de error se expresan como media ± error estándar. **p < 0,01, ***p < 0,001, n = 12/grupo.

A nivel de filo, Bacteroidota (Bacteroidetes) y Fibrobacterota (Fibrobacteres) se enriquecieron significativamente con la dieta rica en fibra, mientras que Proteobacteria y Spirochaetota (Spirochaetes) fueron más abundantes con la dieta rica en almidón (Fig. 2B, p < 0,001). Cabe señalar que, debido a la especificidad de los pares de cebadores utilizados (dirigidos al cebador V3-V4), las espiroquetas y las arqueas están potencialmente subrepresentadas en este análisis [37, 38]. A nivel de género, Fibrobacter (37,3 veces superior), el grupo Christensenellaceae R-7 (2,6 veces superior) y el grupo Bacteroidales RF16 (4,0 veces superior) se enriquecieron con la dieta rica en fibra, mientras que Ruminobacter (12,0 veces superior superior), Treponema (6,9 veces superior) y Succinivibrionaceae UCG-002 (21,8 veces superior) se enriquecieron con la dieta rica en almidón (Fig. 2D, Fig. adicional S2, p <0,001). Cuatro de estos géneros también se encontraban entre los que tenían el poder discriminatorio más alto según el análisis de bosque aleatorio (Fig. 2B). Además, Fibrobacter, el grupo Bacteroidales RF16 y el grupo Christensenellaceae R-7 se correlacionaron positivamente con la concentración de acetato y la digestibilidad de la fibra detergente neutra (FDN), mientras que Ruminobacter, Succinivibrionaceae UCG-002 y Treponema se correlacionaron positivamente con la concentración de propionato y la digestibilidad del almidón ( figura 2E). Por lo tanto, las diferencias en la composición microbiana se asocian con distintas preferencias de sustrato y capacidades de degradación.

Después de eliminar las lecturas asignadas al host, obtuvimos 503 Gb de datos de secuenciación de extremos emparejados, que promediaron 21,0 Gb (rango de 17,4 a 29,1 Gb) por muestra. Primero investigamos las capacidades metabólicas de los microbiomas del rumen utilizando la Enciclopedia de genes y genomas de Kyoto (KEGG) [39]. Hubo 71.4 y 33.9% de genes asignados a la base de datos de KEGG Orthology (KO) y las vías de KEGG, respectivamente. El análisis de coordenadas principales (PCoA) de todos los genes KO mostró que las dietas ricas en fibra y ricas en almidón se seleccionaron para diferentes funciones metabólicas (Fig. 3A), siendo las "vías del metabolismo de los carbohidratos" la categoría más abundante que fue significativamente diferente entre las dietas ( Figura adicional S4).

Un perfil PCoA de todos los genes KO (PERMANOVA, P < 0,001, R2 = 0,70); B abundancia relativa del total de genes CAZymes; C Perfil PCoA de la familia GH (PERMANOVA, P < 0,001, R2 = 0,64); Abundancia de genes D de las cinco principales enzimas de la familia GH y su distribución filogenética enriquecida por filo (actividad auxiliar AA, módulo de unión a carbohidratos CBM, esterasa de carbohidratos CE, glucósido hidrolasa GH, glicosiltransferasa GT, polisacárido liasa PL); Vías de acetato, butirato, propionato y metanogénesis de las enzimas KEGG expresadas como proporciones de alineaciones de tratamiento rico en fibra versus tratamiento rico en almidón (proporción log2); y los gráficos circulares muestran la distribución filogenética de las vías enriquecidas en cada tratamiento en el filo. Vía de producción de acetato de Ace-P, Vía de producción de piruvato a butirato de Pyr-But-P, Vía de producción de acetato de Ace-But-P a butirato, Vía de propionato (lactato) de Pro-Lac-P, Vía de propionato (succinato) de Pro-Suc-P , vía Met metanogénesis. Todos los genes KO en rutas enriquecidas se asignaron al filo identificado. Los detalles de todos los genes KO junto con el género y las vías identificados se encuentran en los archivos adicionales S4 y S5. La significancia se probó utilizando pruebas independientes de suma de rangos de Wilcoxon de dos grupos. Los datos con barras de error se expresan como media ± error estándar. Los asteriscos indican valores de p ajustados significativos: **p < 0,01, ***p < 0,001, n = 12/grupo.

Examinamos las enzimas activas en carbohidratos (CAZymes) en los cóntigos metagenómicos ensamblados (archivo adicional S2). La ingesta alta de almidón aumentó la abundancia de CAZimas totales (p = 0.01), incluidas las actividades auxiliares (AA), el módulo de unión a carbohidratos (CBM) y las glicosiltransferasas (GT) (Fig. 3B). Además, el rango de las cinco principales clases de enzimas activas en carbohidratos y los diez principales filos o géneros asignados diferían entre los dos tratamientos (Fig. S5 adicional). Las GH tuvieron la abundancia relativa más alta entre las seis clases de CAZyme, y la abundancia de las subfamilias de GH fue significativamente diferente entre los dos tratamientos dietéticos (Fig. 3C). La dieta rica en fibra seleccionó una mayor abundancia de β-xilosidasa GH43 (p = 0,001, 1,3 veces mayor), que se asignó a Prevotella, Bacteroides y Fibrobacter a nivel de género (Figura adicional S6). La abundancia de α-amilasa GH13 fue mayor con la dieta rica en almidón (Fig. 3D, archivo adicional S3, p < 0,001, 1,4 veces mayor) y se asignó a Prevotella, Ruminobacter y Clostridium (Fig. adicional S6). Por lo tanto, ambos tratamientos dietéticos promovieron comunidades bacterianas con distintas capacidades para digerir carbohidratos.

Luego analizamos la abundancia de genes que codifican enzimas relacionadas con las vías del acetato, propionato, butirato y metanogénesis (archivo adicional S4). La dieta rica en fibra enriqueció las vías de producción de acetato (gen pta), producción de acetato a butirato (gen acs), producción de propionato a través de succinato como intermediario (genes MUT y sdhA) y metanogénesis (genes mcrA y mcrB), mientras que la dieta rica en almidón enriquecida para la ruta de acrilato de producción de propionato (genes ldh y pct) (Fig. 3E, Fig. adicional S7, p <0.05). Bacteroidota, Firmicutes y Proteobacteria fueron los principales filos asignados a la ruta del acrilato en la dieta rica en almidón. Con la dieta rica en fibra, Fibrobacterota fue prominente en la producción fermentativa de acetato y propionato y, como se esperaba, Firmicutes fue el filo principal para la vía de producción de acetato a butirato, y Methanobacterota (Euryarchaeota) fue el filo asignado para la metanogénesis (Fig. 3E, Adicional). Archivo S5).

Dadas las diferencias significativas observadas en los perfiles de VFA, las concentraciones de dH2 y la producción de CH4 (Fig. 1B, C), buscamos los genes que codifican las subunidades catalíticas de las enzimas productoras y consumidoras de H2 en los contigs ensamblados. De los 2686 genes identificados, el 82 %, el 17 % y el 1,2 % se anotaron como [FeFe]-, [NiFe]- y [Fe]-hidrogenasas, respectivamente. Las hidrogenasas se asignaron taxonómicamente a 149 géneros, incluidos Bacteroides, Clostridium, Oscillibacter, Methanobrevibacter y Ruminococcus (archivo adicional S6). Como las dos dietas exhibieron una composición de hidrogenasa distinta (Fig. S8 adicional), luego clasificamos las hidrogenasas en subgrupos. Las hidrogenasas del grupo trimérico A3 [FeFe], que median el proceso de confurcación de electrones durante la degradación fermentativa de carbohidratos que conducen a la producción de H2 [40], fueron las hidrogenasas más abundantes con ambos tratamientos (Fig. 4A). La subunidad de diaforasa (HydB) de estas hidrogenasas se enriqueció mucho con la dieta rica en fibra (p < 0,01, 1,8 veces mayor) y fue codificada principalmente por Firmicutes y Bacteroidota a nivel de filo (archivo adicional S6).

A Distribuciones de genes de hidrogenasa asignadas por phylum; Genes B de distribuciones de reductasas terminales asociadas asignadas por phylum. Hidrogenasas fermentativas (grupo B, A1 y A2 FeFe-hidrogenasas), hidrogenasas bifurcadoras de electrones (grupo A3 y A4 FeFe-hidrogenasas), hidrogenasas convertidoras de energía (bidireccionales; grupo 4a, 4c, 4d, 4e, 4f y 4g NiFe-hidrogenasas ), hidrogenasas metanogénicas (Fe-hidrogenasas, grupo 3a, 3c, 4h, 4i y 1k NiFe-hidrogenasas), respiratorias (grupo 1a, 1b, 1c, 1d, 1k, 2a), hidrogenasas sensoriales (grupo C FeFe-hidrogenasas) . Diaforasa asociada a hidrogenasa HydB. NifH nitrogenasa. Las vías de absorción de H2 se pueden acoplar a la reducción de fumarato (fumarato reductasa FrdA), amonificación de nitrato (NrfA, nitrito reductasa formadora de amoníaco; NarG, nitrato reductasa disimilatoria; NapA, nitrato reductasa periplásmica), reducción de sulfato y sulfito (AprA adenililsulfato reductasa; alternativa AsrA sulfito reductasa; DsrA, sulfito reductasa disimilatoria), dimetilsulfóxido y reducción de N-óxido de trimetilamina (DmsA DMSO y TMAO reductasa), acetogénesis reductora (AcsB, acetil-CoA sintasa), respiración aeróbica (CydA citocromo bd oxidasa) y metanogénesis (McrA metil-CoM reductasa). Sin rango significa que no hay información taxonómica específica a nivel de filo. Solo se mostraron los genes de abundancia relativa promedio > 1, mientras que otros se mostraron en el archivo adicional S6. La significancia se probó utilizando pruebas independientes de suma de rangos de Wilcoxon de dos grupos. Los datos con barras de error se expresan como media ± error estándar. **p < 0,01, ***p < 0,001, n = 12/grupo.

La dieta rica en fibra enriqueció genes para hidrogenasas metanogénicas (grupo 3a [NiFe]-hidrogenasas y [Fe]-hidrogenasas) codificadas por Methanobacteriota (Fig. 4A, p <0.05, 1.5 veces mayor). La dieta rica en almidón enriqueció los genes que codifican las hidrogenasas [FeFe] del grupo B fermentativo (p < 0,01, 2,2 veces mayor), las hidrogenasas [NiFe] del grupo 4e y 4g convertidoras de energía, las hidrogenasas [NiFe] del grupo respiratorio 1d, y grupo sensorial C3 [FeFe]-hidrogenasas (Fig. 4A, p <0.05), que se asignaron taxonómicamente principalmente a Firmicutes y Spirochaetota (Archivo adicional S6). Estos resultados sugieren que la dieta rica en almidón dio como resultado un mayor flujo de H2, lo que fue consistente con una mayor fermentación y una mayor concentración de dH2 en el rumen (Fig. 1B).

Analizamos además los genes característicos que respaldan el crecimiento hidrogenotrófico, incluida la metanogénesis, la acetogénesis, la reducción de fumarato, la sulfidogénesis, la reducción de nitrato y la respiración aeróbica [5]. La dieta rica en fibra seleccionó los genes característicos asociados con la metanogénesis, incluida la metil-CoM reductasa (mcrA, Fig. 4B, p = 0,009, 1,6 veces más), que estaban principalmente afiliados a Methanobrevibacter (archivo adicional S6). La dieta rica en almidón se seleccionó por una mayor abundancia de hidrogenasas [NiFe] del grupo 1d (p < 0,05) codificadas por Firmicutes, un tipo de enzima unida a la membrana que se sabe que respalda la respiración hidrogenotrófica, junto con el gen característico para la reducción de sulfato (aprA , p = 0,002, 3,0 veces superior). Un resultado inesperado fue que el gen marcador para la acetogénesis hidrogenotrófica (acetil-CoA sintasa, acsB, p < 0,01) fue tres veces más abundante con la dieta rica en fibra (Fig. 4B). La acetil-CoA sintasa es una enzima reversible, por ejemplo, que media en la utilización de acetato en varias bacterias reductoras de sulfato [41], pero la mayoría de las lecturas (alrededor del 75 %) estaban más estrechamente relacionadas con las de Firmicutes acetogénicas.

La colección Hungate1000 de genomas ensamblados, que incluye prácticamente todas las especies de bacterias y arqueas que se han cultivado a partir del rumen de diversas especies de rumiantes [30, 42], se utilizó para obtener una comprensión más sólida a nivel de cepa de los hallazgos de este estudio. . Se extrajeron un millón de lecturas aleatorias de cada muestra y se alinearon con los genomas de Hungate1000, lo que resultó en una tasa de mapeo promedio del 20,2 % (Figura adicional S9). Descubrimos que los genomas 257 y 168 estaban más enriquecidos por las dietas ricas en fibra y ricas en almidón, respectivamente (Fig. S10 adicional). Los genomas que codifican GH43 se enriquecieron más con la dieta rica en fibra y se asignaron a Bacteroides, Prevotella y Fibrobacter, mientras que los genomas que codifican GH13 se enriquecieron con la dieta rica en almidón y se asignaron a Ruminobacter y Clostridium. La dieta rica en fibra seleccionó 8 de 10 genomas supuestamente metanogénicos, que albergan hidrogenasas únicas (grupo 3a, 3c, 4h, 4i [NiFe]-hidrogenasas y [Fe]-hidrogenasas) y el gen característico mcrA, así como supuestamente 5 de 8 genomas bacterianos acetogénicos hidrogenotróficos que codifican hidrogenasas bifurcadoras de electrones (grupo A3, A4 [FeFe]-hidrogenasas) o el gen característico acsB. La dieta rica en almidón seleccionó 67 de 130 genomas que codifican hidrogenasas fermentativas (grupo A1, A2 y B [FeFe]-hidrogenasas), asignados a Lachnospirales y Selenomonadales, y 17 de 33 genomas que codifican hidrogenasas respiratorias (grupo 1 y 2a [NiFe]-hidrogenasas) asignadas a Selenomonadales. Estos genomas con sulfato terminal y sulfito reductasas se enriquecieron más con la dieta rica en almidón y se asignaron principalmente a Lachnospirales (archivo adicional S7).

Realizamos un análisis de rangos de atributos basado en la abundancia diferencial entre dos tratamientos. Fibrobacter succinogenes subsp. elongatus cepa HM2 y la bacteria Lachnospiraceae AC2028, ambas con funciones en la degradación de la fibra [30], fueron los genomas más representativos enriquecidos con la dieta rica en fibra (p < 0,001). Tanto Ruminobacter sp. RM87 y Succinimonas amylolytica DSM 2873, conocidos por degradar el almidón [30], fueron los genomas más representativos con la dieta rica en almidón (Fig. 5A, p <0.001, Fig. S11 adicional). Validamos mediante q-PCR que las copias del gen 16S rRNA de F. succinogenes y Ruminobacter amylophilus fueron las más abundantes en los tratamientos ricos en fibra y ricos en almidón, respectivamente (Figura adicional S12, p < 0,001). La degradación mejorada de la fibra se verificó aún más mediante el experimento in vitro 2, que indicó que la inoculación del microbioma de una dieta rica en fibra dio como resultado una mayor degradación del NDF (Fig. 5B, p = 0,026).

Características metabólicas de microorganismos representativos. Las lecturas de cada muestra se alinearon con genomas secuenciados de microorganismos ruminales cultivados en la colección Hungate1000 utilizando la herramienta de alineación Burrows-Wheeler. La función de hidrogenasa, la utilización de sustratos y la producción de metabolitos de cada microorganismo en función de las características de crecimiento conocidas [5, 30] están coloreadas en azul, naranja y verde, respectivamente. Se presentan las proporciones entre las alineaciones de muestras ricas en fibra/ricas en almidón para cada genoma, y los datos se expresaron como log2 (relación). Atributos de los genomas: bacterias fibrolíticas, Fibrobacter succinogenes subsp. elongatus cepa HM2 y bacteria Lachnospiraceae AC2028; bacterias amilolíticas, Ruminobacter sp. RM87 y Succinimonas amylolytica DSM 2873; productor de acetato, bacteria Lachnospiraceae G41 y Fibrobacter succinogenes subsp elongatus cepa HM2; productor de butirato, la bacteria Lachnospiraceae AC2028 y Butyrivibrio sp. LB2008; productor de propionato y utilizador de lactato, Megasphaera elsdenii cepa J1 y Anaerovibrio lipolyticus LB2005; metanógeno hidrogenotrófico, Methanobrevibacter thaueri cepas DSM 11995 y sp. YE315; acetógenos, Acetitomaculum ruminis DSM 5522. La información detallada de otros genomas se muestra en el archivo adicional S7; B producción de metano (CH4), degradación de fibra detergente neutra (NDF), pH y perfil de ácidos grasos volátiles (AGV) del experimento 2 de rumen in vitro con fermentación de paja de arroz mediante la inoculación de microbioma seleccionado rico en fibra o almidón. Los datos con barras de error se expresan como media ± error estándar. **p < 0,01, ***p < 0,001, n = 12/grupo.

Seleccionamos los dos genomas más abundantes diferenciales de microorganismos inferidos para producir acetato, propionato o butirato (archivo adicional S7). El microbioma de la dieta rica en fibra favoreció la producción de acetato y butirato mientras estaba enriquecida con la bacteria Lachnospiraceae G41 y AC2028, F. succinogenes subsp. elongatus cepa HM2, y Butyrivibrio sp. LB2008 (p < 0,01), mientras que el microbioma de la dieta rica en almidón favoreció la producción de propionato con lactato como intermediario junto con el enriquecimiento de Megasphaera elsdenii cepa J1 y Anaerovibrio lipolyticus LB2005 (p < 0,001, figura adicional S11). Estos resultados se verificaron aún más mediante el experimento in vitro 2 mediante la incubación de paja de arroz inoculada con microbiomas seleccionados ricos en fibra o almidón (Fig. 5B). En consecuencia, cinco de seis genomas representativos codificaron hidrogenasas fermentadoras, bifurcadoras de electrones y convertidoras de energía, mientras que un genoma (es decir, Megasphaera elsdenii cepa J1) tenía la capacidad de usar H2 como sustrato para la producción de AGV (Fig. 5A). Estos resultados confirmaron aún más que los carbohidratos de la dieta se seleccionaron para microbiomas con distintas vías de producción de AGV y metabolismo de H2.

Seleccionamos genomas que codifican genes marcadores para metanogénesis hidrogenotrófica (mcrA) y acetogénesis (acsB). Los genomas más diferencialmente abundantes fueron las cepas de Methanobrevibacter thaueri DSM 11995 y sp. YE315, así como el acetógeno hidrogenotrófico Acetitomaculum ruminis DSM 5522 [43], todos enriquecidos con la dieta rica en fibra (Fig. 5A y Fig. S11, p < 0,01, archivo adicional S7). Ambas cepas de M. thaueri DSM 11995 y sp. YE315 codifica hidrogenasas metanogénicas para usar H2 para reducir CO2 a CH4, mientras que A. ruminis DSM 5522 codifica hidrogenasas del grupo bifurcador de electrones A3 [FeFe] que se predice que usan H2 para reducir CO2 a acetato (Fig. 5A). El gen acsB también está codificado en algunas bacterias productoras de butirato (p. ej., Eubacterium limosum), que produce acetato a través de la vía Wood-Ljungdahl y lo convierte en butirato [44, 45]. A su vez, el experimento 2 in vitro en el que la paja de arroz era el único sustrato indicó que la inoculación del microbioma seleccionado rico en fibra dio como resultado una menor producción de CH4 y una mayor producción de acetato y butirato en comparación con el microbioma seleccionado rico en almidón (Fig. 5B, p < 0,05). ). Esto sugiere la posibilidad de que la dieta rica en fibra haya seleccionado acetógenos hidrogenotróficos, que pueden usar algo del H2 que de otro modo se usaría para la metanogénesis para producir acetato.

La dieta rica en fibra seleccionó bacterias fibrolíticas (p. ej., Fibrobacter y Ruminococcus) y enriqueció genes que codifican xilosidasas (p. ej., GH43, Fig. 6A). Es probable que el microbioma característico y las estrategias metabólicas promovidas por la dieta rica en fibra sean importantes para los rumiantes que viven en condiciones ambientales adversas, permitiéndoles digerir y fermentar biomasa vegetal de baja calidad para producir AGV que el animal huésped utilizará para su mantenimiento. reproducción y crecimiento. Se ha demostrado que los rumiantes tibetanos, que están bien adaptados para digerir una dieta de forraje de mala calidad [15, 46], albergan más bacterias fibrolíticas que los rumiantes de las tierras bajas, especialmente Ruminococcus albus (100 veces mayor) y F. succinogenes (50 veces mayor). superior) [47]. El camello, que vive en la estepa árida del desierto con acceso a las partes más gruesas lignificadas de plantas escasas, también tiene un mayor enriquecimiento de bacterias del rumen que degradan la fibra en comparación con los rumiantes domésticos como el ganado vacuno y ovino [48, 49]. Además, las bacterias fibrolíticas también pueden enriquecerse en el intestino posterior de animales no rumiantes, incluidos cerdos [50], caballos [51] y conejos [52] cuando se aumenta el contenido de fibra de la dieta. La proliferación de bacterias fibrolíticas para mejorar la utilización de fibra puede ser una estrategia metabólica importante para que los animales huéspedes se adapten a comer dietas lignificadas. Sin embargo, el enriquecimiento en bacterias fibrolíticas con el tratamiento rico en fibra podría estar asociado con una mayor producción de CH4, lo que lleva a una reducción en la eficiencia del uso de energía dietética.

Un análisis de consolidación de enzimas, microorganismos de la colección Hungate1000, metabolitos y reclutamiento de vías. "+ H2", H2 producido; "- H2", H2 consumido. Los cambios de pliegue (izquierda: rico en fibra/rico en almidón; derecha: rico en almidón/rico en fibra) de enzimas o microorganismos en cada grupo se etiquetan además y se presentan en detalle en el archivo adicional S8; B propuso modelos de metabolismo de H2 en el rumen. Las especies o géneros representativos y las hidrogenasas correspondientes se muestran junto a la flecha y se extraen de las Figs. 1B, C, 4A, 5 y archivo adicional S8. La línea continua y punteada (cuadrado) indicaron tendencias de vías mejoradas y reducidas, respectivamente. hidrógeno H2. Las flechas hacia arriba, aumento de metabolitos; las flechas hacia abajo, metabolitos disminuidos.

El primer hallazgo importante de este trabajo es que una dieta rica en fibra aumentó la abundancia del gen acsB, que codifica para la acetil-CoA sintasa de acetógenos hidrogenotróficos (p. ej., Acetitomaculum spp.), en comparación con una dieta rica en almidón. Los acetógenos hidrogenotróficos se han aislado del rumen y los ecosistemas microbianos del intestino anterior del ganado y los canguros alimentados con dietas altas en forraje y del intestino posterior de las termitas que se alimentan de madera [14, 43, 53]. Algunos acetógenos hidrogenotróficos ruminales (p. ej., Acetitomaculum) tienen la capacidad de utilizar simultáneamente sustratos inorgánicos (H2/CO2) y orgánicos (p. ej., celobiosa y glucosa) como fuentes de energía y carbono, mientras que otros (p. ej., Blautia sp. Ser8) no utilizan H2 en presencia de glucosa, produciendo acetato como único producto final reducido [16, 54]. Una discrepancia con otros estudios es que observamos una mayor abundancia de Spirochaetota en la dieta rica en almidón, mientras que se ha demostrado que las Spirochaetota son estimuladas por dietas ricas en fibra y pueden ser acetógenos hidrogenotróficos en otros huéspedes animales [55,56,57]. No está claro si nuestros hallazgos se ven agravados por la especificidad de los cebadores utilizados para perfilar la composición de la comunidad. Sin embargo, los análisis metagenómicos y basados en la actividad sugieren que un aumento en la abundancia de bacterias acetogénicas, además de la producción de acetato por fermentación, también puede contribuir a una mayor producción de acetato con una dieta rica en fibra. Como algunas bacterias productoras de butirato (p. ej., Eubacterium limosum) codifican el gen acsB para la acetil-CoA sintasa, una mayor proporción de butirato producido por el microbioma seleccionado rico en fibra puede pasar por la reserva de acetato.

A su vez, este trabajo proporciona nuevos conocimientos sobre el posible papel de la acetogénesis hidrogenotrófica en las comunidades microbianas del rumen seleccionadas por la dieta rica en fibra. Los estudios informan que los metanógenos pueden superar a los acetógenos debido a su mayor afinidad por el H2 y al menor cambio de energía de Gibbs de la utilización de H2 para la metanogénesis en comparación con la acetogénesis hidrogenotrófica [7, 58]. La teoría clásica sostiene que la estimulación de acetógenos puede ser una estrategia eficaz para la redirección del hidrógeno metabólico hacia la producción de acetato en escenarios de metanogénesis inhibida con una mayor concentración ruminal de H2 [5]. Sin embargo, encontramos una mayor abundancia del gen marcador para la acetogénesis hidrogenotrófica (p. ej., acsB) con una concentración más baja de dH2 en la dieta rica en fibra. Nuestro experimento in vitro 2 con paja de arroz como único sustrato indicó que la inoculación con microbioma seleccionado rico en fibra paradójicamente promovió la producción de acetato con una producción reducida de CH4 en comparación con el microbioma seleccionado rico en almidón. Estos resultados sugieren que una mayor comunidad de acetógenos hidrogenotróficos en el microbioma seleccionado rico en fibra quizás podría competir por el H2 con los metanógenos. Se ha especulado que los rumiantes de altura, el yak y las ovejas tibetanas, podrían favorecer la producción de acetato con una menor formación de CH4 en comparación con el ganado vacuno y ovino de tierras bajas [15, 59]. Se estima que la incorporación de hidrógeno molecular en la acetogénesis hidrogenotrófica contribuye con aproximadamente el 1% del acetato formado y representa del 1 al 2% del total de equivalentes reductores incorporados en cultivos in vitro inoculados con fluido ruminal de oveja [60]. La estimulación del acetato sintetizado por acetógenos no solo disminuiría las emisiones de gas de efecto invernadero CH4, sino que también ayudaría a mejorar la eficiencia del uso de energía para los animales huéspedes. Tales vías de recolección de energía pueden ser una estrategia competitiva para los rumiantes alimentados con dietas de baja calidad.

La ingesta alta de almidón generalmente da como resultado una disminución del pH e incluso acidosis ruminal subclínica o láctica [17]. Descubrimos que aumentar gradualmente el almidón en la dieta hasta un 90 % no redujo el pH por debajo de 6,0 ni dañó el epitelio del rumen, aunque la concentración de lactato aumentó significativamente. El enriquecimiento de M. elsdenii y A. lipolyticus, que utilizan la vía del acrilato para convertir el lactato en propionato, probablemente sea importante para evitar la acidosis. Según se informa, M. elsdenii utiliza del 60 al 80 % del lactato producido en el rumen [61], y representa el 20 % de los usuarios de lactato en el rumen de animales alimentados con dietas ricas en concentrados [62]. A. lipolyticus también puede utilizar lactato y producir propionato como producto final [63, 64]. Además de prevenir la acumulación de lactato [17, 65], la conversión de lactato en propionato incorpora un reductor en el NADH, compitiendo así con la formación de H2 y, en última instancia, con la metanogénesis [66]. Una fuerte comunidad de bacterias que metabolizan el lactato a propionato a través del acrilato puede prevenir la acumulación de lactato y ayudar a mantener un rumen saludable.

Un segundo hallazgo importante de este trabajo es que, tanto en los microbiomas seleccionados ricos en fibra como en los ricos en almidón, se infirió que las hidrogenasas del grupo A3 bifurcador de electrones [FeFe] son los principales mediadores de la producción ruminal de H2. Este resultado coincide con los hallazgos sobre la importancia de la formación de H2 por confurcación de electrones en el rumen [67]. Igualmente importante es la abundancia diferencial de hidrogenasas y su relación con la metanogénesis promovida por las dos dietas. La dieta rica en fibra dio como resultado una baja concentración de dH2 en el rumen y una mayor abundancia de la subunidad HydB del grupo bifurcador de electrones A3 [FeFe]-hidrogenasas. La dieta rica en almidón provocó una mayor concentración de dH2 en el rumen y aumentó la abundancia de genes que codifican hidrogenasas fermentativas del grupo B [FeFe], así como hidrogenasas 4e y 4g [NiFe] convertidoras de energía, que acoplan la oxidación de ferredoxina con la producción de H2 en condiciones anaeróbicas. bacterias, incluso en Firmicutes y Spirochaetota (Fig. 6A). La concentración elevada de dH2 en el rumen con la dieta rica en almidón se acompañó de una menor abundancia de genes que codifican hidrogenasas metanogénicas [NiFe] y [Fe], así como metil-CoM reductasas, que median la metanogénesis hidrogenotrófica, lo cual está en consonancia con la disminución de la producción de CH4 . Un mecanismo que explica una menor formación de CH4 a partir de concentrados basado en una tasa de crecimiento más rápida y/o una tasa de crecimiento máxima más baja de metanógenos que da como resultado una mayor concentración de H2 y, en consecuencia, la formación de acetato y H2 se vuelve termodinámicamente menos favorable, con menos H2 disponible para la formación de CH4. ha sido propuesto antes [7]. Nuestro hallazgo de una disminución en la abundancia de hidrogenasas metanogénicas con la dieta rica en almidón está en línea con esa propuesta, ya que presumiblemente estarían presentes menos metanógenos y enzimas metanogénicas en el rumen con las tasas de salida del rumen más rápidas y el pH del rumen más bajo asociado con la alimentación de concentrados. A su vez, mayores concentraciones de H2 favorecen termodinámicamente las vías de incorporación de H2, como la producción de propionato, que concuerda con la mayor abundancia de 1d [NiFe]-hidrogenasas respiratorias y putativas sensoriales C3 [FeFe]-hidrogenasas afiliadas a Firmicutes, y apoya la respiración hidrogenotrófica (p. ej., Selenómonas) [5].

En general, nuestros resultados indican que el tipo de carbohidrato que se alimenta a los rumiantes altera la composición y la función del microbioma del rumen con un metabolismo de H2 distinto, que está estrechamente relacionado con la metanogénesis del rumen y la producción y el perfil de AGV (Fig. 6B). La dieta rica en fibra enriqueció para bacterias fibrolíticas y mejoró la utilización de fibra, y la producción de acetato y H2, junto con una mayor abundancia de metanógenos y una mayor producción de CH4 y una disminución de las concentraciones de H2. La producción mejorada de acetato por parte del microbioma seleccionado rico en fibra podría resultar en parte de la acetogénesis hidrogenotrófica y, si se confirma, sería una nueva estrategia metabólica para que los rumiantes usen H2 y CO2 con mayor eficiencia para el huésped en comparación con la producción de CH4. La dieta rica en almidón enriqueció para bacterias amilolíticas y mejoró la producción de propionato a través de la vía del acrilato con lactato como intermediario, lo que ayudó a mantener un rumen saludable y a disminuir la producción de H2 disponible para la metanogénesis. El alto consumo de almidón aumentó la fermentación con una disminución de la abundancia de metanógenos y provocó un aumento en la concentración de dH2 en el rumen acompañado de una mayor abundancia de hidrogenasas involucradas en la respiración hidrogenotrófica. Estos hallazgos brindan nuevos conocimientos sobre las distintas vías metabólicas de H2 en la microbiota del rumen del ganado para adaptarse a las intervenciones basadas en la alimentación de carbohidratos con fermentabilidad contrastante, y ayudan a comprender las estrategias de recolección de energía, el mantenimiento saludable del rumen y la mitigación del CH4 en los rumiantes. Se necesita más trabajo para dilucidar la adaptación, resiliencia y colonización de bacterias con la flexibilidad metabólica para usar H2 en el rumen y su beneficio para los animales huéspedes.

Todos los datos están disponibles en el texto principal o en los materiales complementarios. Las lecturas sin procesar de la secuenciación del gen 16S rRNA de la microbiota ruminal están disponibles en el Centro Nacional de Información Biotecnológica (NCBI, número de proyecto PRJNA736529). Las lecturas sin procesar de la secuenciación metagenómica de la microbiota ruminal están disponibles en NCBI (número de proyecto PRJNA779163).

Flint HJ. Desglose de polisacáridos por microorganismos anaerobios que habitan en el intestino de los mamíferos. Adv Appl Microbiol. 2004;56:89–120.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Abbas W, Howard JT, Paz HA, Hales KE, Wells JE, Kuehn LA, et al. Influencia de la genética del huésped en la configuración de la comunidad bacteriana del rumen en el ganado de carne. Sci Rep. 2020;10:15101.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Hungría RE. El hidrógeno como intermediario en la fermentación ruminal. Arco Mikrobiol. 1967;59:158–64.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Robinson JA, Tiedje JM. Cinética del consumo de hidrógeno por fluido ruminal, lodo de digestor anaeróbico y sedimento. Aplicación Environ Microbiol. 1982;44:1374–84.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Greening C, Geier R, Wang C, Woods LC, Morales SE, McDonald MJ, et al. Diversas vías de producción y consumo de hidrógeno influyen en la producción de metano en los rumiantes. ISME J. 2019;13:2617–32.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Vignais PM, Billoud B, Meyer J. Clasificación y filogenia de hidrogenasas. FEMS Microbiol Rev. 2001;25:455–501.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Janssen PH. Influencia del hidrógeno en la formación de metano ruminal y los equilibrios de fermentación a través de la cinética de crecimiento microbiano y la termodinámica de fermentación. Tecnología Anim Feed Sci. 2010;160:1–22.

Artículo CAS Google Académico

Wolf PG, Biswas A, Morales SE, Greening C, Gaskins HR. El metabolismo de H2 está muy extendido y es diverso entre los microbios del colon humano. Microbios intestinales. 2016;7:235–45.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Wang R, Bai Z, Chang J, Li Q, Hristov AN, Smith P, et al. Los caminos de bajas emisiones de China hacia la producción de ganado climáticamente neutral para alimentos derivados de animales. Innovación. 2022;3:100220.

CAS PubMed PubMed Central Google Académico

Wang F, Harindintwali JD, Yuan Z, Wang M, Wang F, Li S, et al. Tecnologías y perspectivas para lograr la neutralidad en carbono. Innovación. 2021;2:100180.

CAS PubMed PubMed Central Google Académico

Henderson G, Cox F, Ganesh S, Jonker A, Young W, Abecia L, et al. La composición de la comunidad microbiana del rumen varía con la dieta y el huésped, pero se encuentra un microbioma central en una amplia gama geográfica. Sci Rep. 2015;5:14567.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Knapp JR, Laur GL, Vadas PA, Weiss WP, Tricarico JM. Revisión invitada: metano entérico en la producción de ganado lechero: cuantificación de las oportunidades y el impacto de la reducción de emisiones. J ciencia lechera. 2014;97:3231–61.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Beauchemin KA, McGinn SM. Emisiones de metano del ganado de engorda alimentado con dietas de cebada o maíz. J ciencia lechera. 2005;83:653–61.

CAS Google Académico

Godwin S, Kang A, Gulino LM, Manefield M, Gutierrez-Zamora ML, Kienzle M, et al. Investigación del metabolismo microbiano del dióxido de carbono y el hidrógeno en el intestino anterior del canguro mediante sondeo de isótopos estables. ISME J. 2014;8:1855–65.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Zhang Z, Xu D, Wang L, Hao J, Wang J, Zhou X, et al. Evolución convergente de los microbiomas del rumen en mamíferos de gran altitud. Curr Biol. 2016;26:1873–9.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Joblín KN. Acetógenos ruminales y su potencial para reducir las emisiones de metano de los rumiantes. Aust J Agric Res. 1999;50:1307–13.

Artículo Google Académico

Owens FN, Secrist DS, Hill WJ, Gill DR. Acidosis en bovinos: una revisión. J Anim Sci. 1998;76:275–86.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Malekkhahi M, Tahmasbi AM, Naserian AA, Danesh-Mesgaran M, Kleen JL, AlZahal O, et al. Efectos de la suplementación de levadura seca activa y malato durante la acidosis ruminal subaguda sobre la fermentación del rumen, la población microbiana, los metabolitos sanguíneos seleccionados y la producción de leche en vacas lecheras. Tecnología Anim Feed Sci. 2016;213:29–43.

Artículo CAS Google Académico

Kleen JL, Hooijer GA, Rehage J, Noordhuizen JPTM. Acidosis ruminal subaguda (SARA) en vacas lecheras. J veterinario Med. 2003;50:406–14.

Artículo CAS Google Académico

Ungerfeld EM. Flujos metabólicos de hidrógeno en la fermentación ruminal: principios y posibilidades de intervención. Microbiol frontal. 2020;11:589.

Artículo PubMed PubMed Central Google Académico

Wang M, Wang R, Tang SX, Tan ZL, Zhou CS, Han XF, et al. Comparaciones de sistemas de incubación manuales y automatizados: efectos de los procedimientos de ventilación en la fermentación ruminal in vitro. Ciencia viva. 2016; 184: 41–45.

Artículo Google Académico

AOAC, Horwitz W. Métodos oficiales de análisis de AOAC International. 16ª edición. Arlington, VA: Asociación de Químicos Analíticos Oficiales; 1995.

Google Académico

Soest PJ, Robertson JB, Lewis BA. Simposio: metodología de carbohidratos, metabolismo e implicaciones nutricionales en ganado lechero. J ciencia lechera. 1991;74:3585–97.

Google Académico

Kartchner RJ, Theurer B. Comparación de los métodos de hidrólisis utilizados en el análisis de alimentos, digesta y almidón fecal. J Química alimentaria agrícola. 1981;29:8–11.

Artículo CAS Google Académico

Wang M, Sun XZ, Janssen PH, Tang SX, Tan ZL. Respuestas de las vías de producción y fermentación de metano al aumento de la concentración de hidrógeno disuelto generado por ocho sustratos en cultivos ruminales in vitro. Tecnología Anim Feed Sci. 2014;194:1–11.

Artículo Google Académico

Canale A, Valente ME, Ciotti A. Determinación de ácidos carboxílicos volátiles (C1–C5i) y ácido láctico en extractos ácidos acuosos de ensilaje por cromatografía líquida de alta resolución. J Sci Food Agric. 1984; 35:1178–82.

Artículo CAS Google Académico

Ma ZY, Zhang XM, Wang R, Wang M, Liu T, Tan ZL. Efectos de la lisis química y mecánica sobre el rendimiento del ADN microbiano, la integridad y la secuenciación de amplicones aguas abajo de bacterias y protozoos del rumen. Microbiol frontal. 2020;11:581227.

Artículo PubMed PubMed Central Google Académico

Schmittgen TD, Livak KJ. Análisis de datos de PCR en tiempo real mediante el método CT comparativo. Protocolo Nat. 2008;3:1101–8.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Ma Z, Wang R, Wang M, Zhang X, Mao H, Tan Z. Comunicación breve: variabilidad en los productos finales de fermentación y comunidades metanógenas en diferentes sitios del rumen de vacas lecheras. J ciencia lechera. 2018;101:5153–8.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Seshadri R, Leahy SC, Attwood GT, Teh KH, Lambie SC, Cookson AL, et al. Cultivo y secuenciación de miembros del microbioma ruminal de la colección Hungate1000. Nat Biotechnol. 2018;36:359–67.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Uritskiy GV, DiRuggiero J, Taylor J. MetaWRAP: una tubería flexible para el análisis de datos metagenómicos resueltos por genoma. Microbioma. 2018;6:158.

Artículo PubMed PubMed Central Google Académico

Witten IH, Frank E, Hall MA, Pal CJ. Minería de datos: herramientas y técnicas prácticas de aprendizaje automático. 4ª ed. Burlington: Morgan Kaufmann; 2016.

Kolde R, Laur S, Adler P, Vilo J. Agregación robusta de rangos para la integración de listas de genes y metanálisis. Bioinformática. 2012;28:573–80.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Lane MA, Baldwin RLT, Jesse BW. Cambios en el desarrollo de la expresión génica de enzimas cetogénicas durante el desarrollo del rumen ovino. J Anim Sci. 2002;80:1538–44.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Helenius TO, Misiorek JO, Nystrom JH, Fortelius LE, Habtezion A, Liao J, et al. La ausencia de queratina 8 regula negativamente el colonocito HMGCS2 y modula la cetogénesis colónica y el metabolismo energético. Célula Mol Biol. 2015;26:2298–310.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Diernaes L, Sehested J, Moller PD, Skadhauge E. Transporte de sodio y cloruro a través del epitelio ruminal del ganado in vitro: efecto de los ácidos grasos de cadena corta y la amilorida. Exp fisiol. 1994;79:755–62.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Lin L, Xie F, Sun D, Liu J, Zhu W, Mao S. La diafonía microbioma-huésped ruminal estimula el desarrollo del epitelio ruminal en un modelo de cordero. Microbioma. 2019;7:83.

Artículo PubMed PubMed Central Google Académico

Mao S, Zhang M, Liu J, Zhu W. Caracterización de la microbiota bacteriana en el tracto gastrointestinal del ganado lechero: membresía y función potencial. Sci Rep. 2015;5:16116.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Kanehisa M, Goto S. KEGG: Enciclopedia de genes y genomas de Kioto. Ácidos Nucleicos Res. 2000;28:27–30.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Wang S, Huang H, Kahnt J, Thauer, Rudolf K. Una ferredoxina bifurcadora de electrones reversible y [FeFe]-hidrogenasa dependiente de NAD (HydABC) en Moorella thermoacetica. J Bacteriol. 2013;195:1267–75.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Adam PS, Borrel G, Gribaldo S. Historia evolutiva de la monóxido de carbono deshidrogenasa/acetil-CoA sintasa, uno de los complejos enzimáticos más antiguos. Proc Natl Acad Sci USA. 2018;115:E1166–E73.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Creevey CJ, Kelly WJ, Henderson G, Leahy SC. Determinación de la cultivabilidad del microbioma bacteriano del rumen. Micro Biotecnología. 2014;7:467–79.

Artículo Google Académico

Greening RC, Leedle JA. Enriquecimiento y aislamiento de Acetitomaculum ruminis, gen. nov., sp. nov.: bacterias acetogénicas del rumen bovino. Arco Microbiol. 1989; 151: 399–406.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Kelly WJ, Henderson G, Pacheco DM, Li D, Reilly K, Naylor GE, et al. La secuencia completa del genoma de Eubacterium limosum SA11, un acetógeno ruminal metabólicamente versátil. Soporte Genom Sci. 2016;11:26.

Artículo Google Académico

Genthner BRS, Davis CL, Bryant MP. Características de las cepas de rumen y lodos de depuradora de Eubacterium limosum, una especie que utiliza metanol y H2-CO2. Aplicación Environ Microbiol. 1981; 42:12–19.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Ding XZ, Long RJ, Kreuzer M, Mi JD, Yang B. Las emisiones de metano de los bueyes de yak (Bos grunniens) que pastan o se mantienen en el interior y se alimentan con dietas con una proporción variable de forraje:concentrado durante la estación fría en la meseta tibetana de Qinghai. Tecnología Anim Feed Sci. 2010;162:91–98.

Artículo CAS Google Académico

Huang X. Diversidad microbiana ruminal de rumiantes en la meseta tibetana de Qinghai, tesis doctoral. Lanzhou, China: Universidad de Lanzhou; 2013.

Google Académico

Gharechahi J, Zahiri HS, Noghabi KA, Salekdeh GH. Análisis en profundidad de la diversidad de la comunidad bacteriana residente en el rumen del camello. Syst Appl Microbiol. 2015;38:67–76.

Artículo PubMed Google Académico

Kayouli C, Jouany JP, Demeyer DI, Aliali, Taoueb H, Dardillat C. Estudios comparativos sobre la degradación y el tiempo medio de retención de las fases sólida y líquida en el estómago de dromedarios y ovejas alimentados con forrajes de baja calidad de Túnez. Tecnología Anim Feed Sci. 1993;40:343–55.

Artículo CAS Google Académico

Varel VH, Fryda SJ, Robinson IM. Bacterias celulolíticas de intestino grueso de cerdo. Aplicación Environ Microbiol. 1984; 47:219–21.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Goodson J, Tyznik WJ, Cline JH, Dehority BA. Efectos de un cambio de dieta abrupto de heno a concentrado en el número microbiano y el entorno físico en el ciego del pony. Aplicación Environ Microbiol. 1988; 54: 1946–50.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Boulahrouf A, Fonty G, Gouet P. Establecimiento, conteo e identificación de la microflora fibrolítica en el tracto digestivo del conejo: influencia del contenido de celulosa del alimento. Curr Microbiol. 1991; 22:21–25.

Artículo Google Académico

Kane MD, Breznak JA. Acetonema longum gen.nov.sp.nov., una bacteria acetogénica H2/CO2 de la termita, Pterotermes occidentis. Arco Microbiol. 1991; 156: 91–98.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Morvan B, Fonty G. Mixotrofia por bacterias acetogénicas del rumen en la utilización de hidrógeno y azúcares. Ann Zootech. 1996; 45:354–354.

Artículo Google Académico

Graber JR, Breznak JA. Fisiología y nutrición de Treponema primitia, una espiroqueta acetogénica H2/CO2 del intestino posterior de las termitas. Aplicación Environ Microbiol. 2004;70:1307–14.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Zhang X, Matson EG, Leadbetter JR. Genes para formiato deshidrogenasa dependiente e independiente de selenio en las comunidades microbianas intestinales de tres termitas inferiores que se alimentan de madera y una cucaracha que se alimenta de madera. Microbiol Ambiental. 2011;13:307–23.

Artículo CAS PubMed Google Académico

Dougal K, de la Fuente G, Harris PA, Girdwood SE, Pinloche E, Geor RJ, et al. Caracterización de la comunidad bacteriana fecal en caballos adultos y ancianos alimentados con una dieta rica en fibra, aceite o almidón mediante pirosecuenciación 454. Más uno. 2014;9:e87424.

Artículo PubMed PubMed Central Google Académico

Cordruwisch R, Seitz HJ, Conrad R. La capacidad de las bacterias anaerobias hidrogenotróficas para competir por trazas de hidrógeno depende del potencial redox del aceptor de electrones terminal. Arco Microbiol. 1988; 149:350–7.

Artículo CAS Google Académico

Wang WM, Ungerfeld E, Degen AA, Jing X, Guo W, Zhou J, et al. Las proporciones del inóculo ruminal de ovejas tibetanas y han de cola pequeña influyeron en la fermentación y la digestibilidad in vitro. Tecnología Anim Feed Sci. 2020;267:114562.

Artículo Google Académico

Raju P. Homoacetogénesis como sumidero de hidrógeno alternativo en el rumen: una tesis presentada en cumplimiento parcial de los requisitos para el grado de Doctor en Filosofía en Microbiología y Genética en la Universidad de Massey. Palmerston Norte, 2016.

Counotte GH, Prins RA, Janssen RH, Debie MJ. Papel de Megasphaera elsdenii en la fermentación de dl-[2-C]lactato en el rumen del ganado lechero. Aplicación Environ Microbiol. 1981; 42: 649–55.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Mackie RI, Gilchrist FMC, Heath S. Un estudio in vivo de microorganismos ruminales que influyen en el recambio de lactato y su contribución a la producción de ácidos grasos volátiles. J Ciencias Agrícolas. 1984; 103: 37–51.

Artículo CAS Google Académico

Strmpl C, Jarvis GN. Anaerovibrio: Manual de Sistemática de Arqueas y Bacterias de Bergey. Hoboken: Wiley; 2015. pág. 1–5

Prive F, Kaderbhai NN, Girdwood S, Worgan HJ, Pinloche E, Scollan ND, et al. Identificación y caracterización de tres nuevas lipasas pertenecientes a las familias II y V de Anaerovibrio lipolyticus 5ST. Más uno. 2013;8:e69076.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Chen L, Shen Y, Wang C, Ding L, Zhao F, Wang M, et al. Cambios en el patrón de degradación de lactato de Megasphaera elsdenii en modelos de acidosis ruminal. Microbiol frontal. 2019;10:162.

Artículo PubMed PubMed Central Google Académico

Kamke J, Kittelmann S, Soni P, Li Y, Tavendale M, Ganesh S, et al. Los análisis de metagenoma y metatranscriptoma ruminal de ovejas con bajo rendimiento de metano revelan un microbioma enriquecido con Sharpea caracterizado por la formación y utilización de ácido láctico. Microbioma. 2016;4:56.

Xie F, Jin W, Si H, Yuan Y, Tao Y, Liu J, et al. Un catálogo de genes integrado y más de 10 000 genomas ensamblados en metagenomas del microbioma gastrointestinal de rumiantes. Microbioma. 2021;9:137.

Artículo CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Descargar referencias

Agradecemos a Zhi Peng Li, Sheng Yong Mao y Qiang Qiu por las discusiones. Este trabajo fue apoyado por la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (Grant No. 31922080, 32002204), el Programa de Investigación de Prioridad Estratégica de la Academia de Ciencias de China (Grant No. XDA26040203), el Plan de Ciencia y Tecnología de la Provincia de Hunan (2020NK2066, 2022NK2021), China Sistema de Investigación Agrícola de MOF y MARA, Asociación de Promoción de Innovación Juvenil CAS (Subvención No. Y202078), Fondo Abierto del Laboratorio Clave de Procesos Agroecológicos en la Academia de Ciencias de China de la Región Subtropical (Subvención No. ISA2021203). CG cuenta con el apoyo de una beca NHMRC EL2 (APP1178715).

Estos autores contribuyeron igualmente: Qiu Shuang Li, Rong Wang.

Laboratorio clave para procesos agroecológicos en la región subtropical, Instituto de Agricultura Subtropical, Academia de Ciencias de China, Changsha, Hunan, China

Qiu Shuang Li, Rong Wang, Xiu Min Zhang, Jin Zhen Jiao, Zhi Liang Tan y Min Wang

Universidad de la Academia China de Ciencias, Beijing, China

Qiu Shuang Li, Zhi Liang Tan y Min Wang

Facultad de Ciencia y Tecnología de Agricultura Pastoral, Universidad de Lanzhou, Lanzhou, China

Zhi Yuan Ma

Laboratorio Estatal Clave para la Conservación y Utilización de Bio-Recursos en Yunnan, Facultad de Ciencias de la Vida, Universidad de Yunnan, Kunming, Yunnan, China

Zhi Gang Zhang

Centro Regional de Investigación Carillanca, Instituto de Investigaciones Agropecuarias (INIA), Temuco, Chile

Emilio M. Ungerfeld

Instituto de Ciencias Animales y Veterinarias de Hunan, Changsha, Hunan, China

Kang le yi y bai zhong zhang

Centro de tecnología de ingeniería de ganado Xiangxi de la provincia de Hunan, Huayuan, Hunan, China

Kang Le Yi, Bai Zhong Zhang, Liang Long y Yun Long

Hunan De Nong Animal Husbandry Group Co. Ltd, Huayuan, Hunan, China

Liang largo y yun largo

Shanghai BIOZERON Biotechnology Company Ltd, Shanghai, China

Ye Tao

Instituto de Nutrición y Salud de Shanghái, Academia de Ciencias de China, Shanghái, China

Taohuang

Instituto de Descubrimiento de Biomedicina, Departamento de Microbiología, Universidad de Monash, Clayton, Australia

Chris Greening

También puede buscar este autor en PubMed Google Scholar

Conceptualización y diseño de investigación: MW, QSL. Conducción de investigaciones y adquisición de datos: RW, QSL, ZGZ, YL. Análisis de datos: QSL, RW, YT, TH, MW, JZJ, ZYM, CG. Investigación: KLY, BZZ, ZLT, LL, MW. Escritura—borrador original: QSL, MW, ZGZ, ZLT, CG, EMU. Redacción—revisión y edición: todos los autores.

Correspondencia a Zhi Liang Tan o Min Wang.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

Nota del editor Springer Nature se mantiene neutral con respecto a los reclamos jurisdiccionales en mapas publicados y afiliaciones institucionales.

Acceso abierto Este artículo tiene una licencia internacional Creative Commons Attribution 4.0, que permite el uso, el intercambio, la adaptación, la distribución y la reproducción en cualquier medio o formato, siempre que se otorgue el crédito correspondiente al autor o autores originales y a la fuente. proporcionar un enlace a la licencia Creative Commons e indicar si se realizaron cambios. Las imágenes u otro material de terceros en este artículo están incluidos en la licencia Creative Commons del artículo, a menos que se indique lo contrario en una línea de crédito al material. Si el material no está incluido en la licencia Creative Commons del artículo y su uso previsto no está permitido por la regulación legal o excede el uso permitido, deberá obtener el permiso directamente del titular de los derechos de autor. Para ver una copia de esta licencia, visite http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/.

Reimpresiones y permisos

Li, QS, Wang, R., Ma, ZY et al. La selección dietética de microorganismos metabólicamente distintos impulsa el metabolismo del hidrógeno en los rumiantes. ISME J 16, 2535–2546 (2022). https://doi.org/10.1038/s41396-022-01294-9

Descargar cita

Recibido: 02 febrero 2022

Revisado: 29 junio 2022

Aceptado: 11 julio 2022

Publicado: 05 agosto 2022

Fecha de emisión: noviembre de 2022

DOI: https://doi.org/10.1038/s41396-022-01294-9

Cualquier persona con la que compartas el siguiente enlace podrá leer este contenido:

Lo sentimos, un enlace para compartir no está disponible actualmente para este artículo.

Proporcionado por la iniciativa de intercambio de contenido Springer Nature SharedIt